Увеличение экспрессии генов HOXA10 и HOXA11 в стромальных клетках эндометрия при гипоксии зависит от активности системы деметилирования ДНК

Целью работы было проверить, изменяется ли уровень экспрессии генов Hoxa10 и Hoxa11, специфичных для эндометрия, в матке мыши после родового повреждения эндометрия, а также предположить механизм, по которому экспрессия данных генов может возрастать в стромальных клетках эндометрия в результате повреждения.

Методы. В исследовании использовали молодых (возрастом 8–10 недель) мышей дикого типа инбредной линии С57BL6; экспрессию генов Hoxa10 и Hoxa11 в тканях матки оценивали до родов, а также спустя 4 и 24 ч после родов. Гипоксию моделировали in vitro в первичных культурах стромальных клеток эндометрия человека добавлением 200 мМ CoCl2. Ингибирование системы активного деметилирования ДНК проводили с использованием ингибитора Bobcat339. Оценку уровня экспрессии генов Hoxa10 (HOXA10) и Hoxa11 (HOXA11) проводили методом ПЦР в реальном времени, сопряженной с обратной т ранскрипцией, а также методом вестерн-блоттинга.

Результаты. В течение первых суток после родов в тканях матки мыши возрастает экспрессия генов Hoxa10 и Hoxa11. В стромальных клетках человеческого эндометрия при моделировании гипоксии возрастает экспрессия генов HOXA10 и HOXA11, а ингибирование системы активного деметилирования ДНК препятствует возрастанию экспрессии данных генов в модели гипоксии.

Заключение. Впервые получены данные о том, что экспрессия генов Hoxa10 и Hoxa11 возрастает в матке мыши после повреждения эндометрия в модели in vivo. Кроме того, в экспериментах in vitro показано, что апрегуляция данных генов в результате повреждения может обуславливаться изменением их экспрессии в стромальных клетках эндометрия, которая, в свою очередь, может быть вызвана гипоксией и вызываемыми ей эпигенетическими изменениями, связанными с работой системы активного деметилирования ДНК.

1. Kulebyakina M., Makarevich P. Hox-Positive Adult Mesenchymal Stromal Cells: Beyond Positional Identity. Front Cell Dev Biol. 2020;8:624. DOI: 10.3389/fcell.2020.00624

2. Kmita M., Duboule D. Organizing axes in time and space; 25 years of colinear tinkering. Science. 2003;301:331–333. DOI: 10.1126/science.1085753

3. Lappin T., Grier D., Thompson A., Halliday H. HOX genes: seductive science, mysterious mechanisms. Ulster Med J. 2006 Jan;75(1):23–31. Erratum in: Ulster Med J. 2006 May;75(2):135. PMID: 16457401; PMCID: PMC1891803

4. Svingen T., Tonissen K. Hox transcription factors and their elusive mammalian gene targets. Heredity. 2006;97:88–96. DOI: 10.1038/sj.hdy.6800847

5. Chang H., Chi J.-T., Dudoit S., Bondre C., van de Rijn M., Botstein D., et al. Diversity, topographic differentiation, and positional memory in human fibroblasts. Proc Natl Acad Sci USA. 2002;99: 2877–12882. DOI: 10.1073/pnas.162488599

6. Ackema K., Charité J. Mesenchymal stem cells from different organs are characterized by distinct topographic Hox codes. Stem Cells Dev. 2008;17:979–1091. DOI: 10.1089/scd.2007.0220

7. Picchi J., Trombi L., Spugnesi L., Barachini S., Maroni G., Brodano G., et al. HOX and TALE signatures specify human stromal stem cell populations from different sources. J Cell Physiol. 2013;228:879–889. DOI: 10.1002/jcp.24239

8. Uyeno L., Newman-Keagle J., Cheung I., Hunt T., Young D., Boudreau N. Hox D3 expression in normal and impaired wound healing. J Surg Res. 2001;100:46–56. DOI: 10.1006/jsre.2001.6174

9. Hansen S., Myers C., Charboneau A., Young D., Boudreau N. HoxD3 accelerates wound healing in diabetic mice. Am J Pathol. 2003;163:2421–2431. DOI: 10.1016/S0002-9440(10)63597-3

10. Rux D., Song J., Pineault K., Mandair G., Swinehart I., Schlientz A. et al. (2017). Hox11 function is required for region-specific fracture repair. J Bone Miner Res. 2017;32:1750–1760. DOI: 10.1002/jbmr.3166

11. Qu F., Palte I., Gontarz P., Zhang B., Guilak F. Transcriptomic analysis of bone and fibrous tissue morphogenesis during digit tip regeneration in the adult mouse. FASEB J. 2020; 34(7):9740-9754. DOI: 10.1096/fj.202000330R

12. Taylor H. The role of HOX genes in the development and function of the female reproductive tract. Semin Reprod Med. 2000;18:81–89. DOI: 10.1055/s-2000-13478

13. Eremichev R., Kulebyakina M., Alexandrushkina N., Nimiritsky P., Basalova N., Grigorieva O., et al. Scar-free healing of endometrium: tissue-specific program of stromal cells and its induction by soluble factors produced after damage. Front Cell Dev Biol. 2021;9:212. DOI: 10.3389/fcell.2021.616893

14. Munoz-Sanchez J., Chanez-Cardenas M. The use of cobalt chloride as a chemical hypoxia model. J App Toxicol. 2019;39(4):556–570. DOI: 10.1002/jat.3749

15. Chua G., Wassarman K., Sun H., Alp J., Jarczyk E., Kuzio N., et al. Cytosine-Based TET Enzyme Inhibitors. ACS Med Chem Lett. 2019;10(2):180–185. DOI: 10.1021/acsmedchemlett.8b00474

16. Zhang X., Yang J., Shi D., Cao Z. TET2 suppresses nasopharyngeal carcinoma progression by inhibiting glycolysis metabolism. Canc Cell Int. 2020;20(1):1–14. DOI: 10.1186/s12935-020-01456-9

17. Towbin H., Staehelin T., Gordon J. Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. Proc Natl Acad Sci USA. 1979;76(9):4350–4354. DOI: 10.1073/pnas.76.9.4350

18. Satokata I., Benson G., Maas R. Sexually dimorphic sterility phenotypes in Hoxa10-deficient mice. Nature. 1995;30(374(6521)):460–463. DOI: 10.1038/374460a0. PMID: 7700356

19. Decatanzaro D., Muir C., Beaton E., Jetha M. Non-invasive repeated measurement of urinary progesterone, 17β-estradiol, and testosterone in developing, cycling, pregnant, and postpartum female mice. Steroids. 2004;69(10):687–696.

20. Yoshii A., Kitahara S., Ueta H., Matsuno K., Ezaki T. Role of uterine contraction in regeneration of the murine postpartum endometrium. Biol Reprod. 2014;91:32. DOI: 10.1095/biolreprod.114.117929

21. Rytkönen K., Heinosalo T., Mahmoudian M., Ma X., Perheentupa A., Elo L., et al. Transcriptomic responses to hypoxia in endometrial and decidual stromal cells. Soc Reprod Fert. 2020;160(1):39–51. DOI: 10.1530/REP-19-0615

22. Schumacher A., Magnuson T. Murine Polycomb- and trithorax-group genes regulate homeotic pathways and beyond. Trends Genet. 1997;13(5):167–170. DOI: 10.1016/s0168-9525(97)01133-5

23. Zhu J., Wang K., Li T., Chen J., Xie D., Chang X., et al. Hypoxia-induced TET1 facilitates trophoblast cell migration and invasion through HIF1α signaling pathway. Sci Rep, 2017;7:8077. DOI: 10.1038/s41598-017-07560-7

24. Tsai Y., Chen H., Chen S.-Y., Cheng W.-C., Wang H.-W., Shen Z.-J., et al. TET1 regulates hypoxia-induced epithelial–mesenchymal transition by acting as a co-activator. Genome Biol, 2014;15:513. DOI: 10.1186/s13059-014-0513-0